Zespół PZMSiS:

 

Kierownik Pracowni

dr hab. n. med. Magdalena Staniszewska, prof. KUL

email: magdalena.staniszewska@kul.pl

tel. +48 (81) 454 56 21, 35

ORCID: 0000-0003-1119-2397

 

dr Ilona Sadok

adiunkt naukowy

email: ilona.sadok@kul.pl

tel. +48 (81) 454 46 18

ORCID: 0000-0003-1154-7581

 

dr Anna Stachniuk (urlop)

adiunkt naukowy

 

mgr inż. Ilona Jonik

starszy referent techniczny

email: ilona.jonik@kul.pl

tel. +48 (81) 454 46 18

 

 

Pracownia Zastosowań Metod Separacji i Spektroskopii specjalizuje się w rozwijaniu, walidacji i zastosowaniach analitycznych metod do jakościowego i ilościowego oznaczania aktywnych biologicznie związków, w tym niskocząsteczkowych (leków, metabolitów, toksyn, pestycydów, produktów syntez biochemicznych) oraz wysokocząsteczkowych substancji (peptydów i białek). Do tego celu wykorzystywane są różnorodne metody chromatograficzne oraz spekrometrii mas, a także metody immunoenzymatyczne (Western Blotting i ELISA) i electroforetyczne (SDS-PAGE, analiza jedno- i dwukierunkowa). W badaniach stosujemy modele in vitro hodowli komórkowych oraz izolowane tkanki pacjentów i zwierząt.

 

 

Główny nurt badań związany jest z tematyką kontroli jakości żywności oraz mechanizmem chorób nowotworowych i metabolicznych.

 

Obszar zainteresowań badawczych PZMSiS

Specjalizujemy się w rozwijaniu, walidacji i zastosowaniach analitycznych metod do jakościowego i ilościowego oznaczania aktywnych biologicznie związków, w tym niskocząsteczkowych (leków, metabolitów, toksyn, pestycydów, produktów syntez biochemicznych) oraz wysokocząsteczkowych substancji (peptydów i białek). Do tego celu wykorzystywane są różnorodne metody chromatograficzne oraz spekrometrii mas. 

Obecnie w naszym laboratorium obok analizy bezpieczeństwa żywności (zawartość toksyn i metabolitów) prowadzimy badania dotyczące poszukiwania nowych celów diagnostycznych i terapeutycznych w obszarze chorób nowotworowych, receptywności endometrium i zaburzeń metabolizmu, a także związanych z chorobami oczu. Badania obejmują poznanie istotnych elementów w regulacji układu immunologicznego, np. czynników aktywacji szlaku kinureninowego czy roli nieenzymatycznej modyfikacji białek przez produkty glikacji i kinureniny. Do tego celu wykorzystujemy opracowane w laboratorium metody biochemiczne, immunochemiczne, chromatografię i spektrometrię mas, a także hodowle komórkowe oraz tkanki zwierząt i człowieka. We współpracy z ośrodkami krajowymi i zagranicznymi tworzymy nowe narzędzia immunochemiczne (przeciwciała poliklonalne i monoklonalne) i analityczne do poznania roli nowych produktów glikacji oraz metabolitów tryptofanu u zwierząt i człowieka.  

 

 

 

Kierownik Pracowni

dr hab. n. med. Magdalena Staniszewska, prof. KUL

  • absolwentka Politechniki Wrocławskiej, kierunek Biotechnologia, dyscyplina biologia molekularna i biokataliza
  • doktorat w dyscyplinie nauk biologicznych – Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej, PAN we Wrocławiu
  • wieloletnie doświadczenie zawodowe w Polsce (Instytut Immunologii I Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu) oraz w USA (Case Western Reserve University, Cleveland, OH oraz Schepens Eye Research Institute/Massachusetts Eye and Ear Infirmary, Harvard Medical School, Boston, MA)
  • beneficjentka nagród (KUL, Acon/Fight for Sight), stypendiów (One Sight Foundation, Ohio LIONS Eye Research Foundation), grantów (Strategmed II Narodowego Centrum Badań i Rozwoju, OPUS 13 Narodowego Centrum Nauki, SME Instrument Horizon2020 European Union).

Moje zainteresowania naukowe dotyczą poszukiwania nowych celów diagnostycznych i terapeutycznych w obszarze chorób nowotworowych, receptywności endometrium i zaburzeń metabolizmu, a także związanych z chorobami oczu. Badania obejmują poznanie istotnych elementów w regulacji układu immunologicznego, np. czynników aktywacji szlaku kinureninowego czy roli nieenzymatycznej modyfikacji białek przez produkty glikacji i kinureniny.

Do tego celu wykorzystuję opracowane w laboratorium metody biochemiczne, immunochemiczne, chromatografię i spektrometrię mas, a także hodowle komórkowe oraz tkanki zwierząt i człowieka. We współpracy z ośrodkami krajowymi i zagranicznymi tworzymy nowe narzędzia immunochemiczne (przeciwciała poliklonalne i monoklonalne) i analityczne do poznania roli nowych produktów glikacji oraz metabolitów tryptofanu u zwierząt i człowieka.  

 

 

dr Ilona Sadok

adiunkt naukowy

  • absolwentka Wydziału Chemii Uniwersytetu Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie, kierunek Analityka chemiczna, dyscyplina nauki chemiczne
  • doktorat w dyscyplinie nauki chemiczne – Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie
  • beneficjentka nagród (za najlepszy projekt studencki XII Lubelskiego Festiwalu Nauk, zespołowej nagrody Rektora UMCS, indywidualnej Rektora KUL), stypendiów (im. Andrzeja Radka przyznane przez Zarząd Główny Towarzystwa im. Stefana Żeromskiego, Prezesa Rady Ministrów, Rektora UMCS, Prezydenta Miasta Lublin, programu PROM) i grantu (Miniature2 z Narodowego Centrum Badań).

Moje zainteresowania naukowe dotyczą poszukiwania nowych rozwiązań metodycznych w zakresie śladowej analizy ilościowej istotnych biologicznie związków, np. produktów metabolizmu i toksyn z wykorzystaniem metod chromatograficznych, spektrometrii mas i elektrochemii. Obecnie moje działania związane są z opracowywaniem nowych metod analitycznych służących do oznaczania metabolitów tryptofanu i badania aktywacji szlaku kinureninowego w próbkach z hodowli komórek eukariotycznych oraz tkanek pacjentów.

 

 

mgr inż. Ilona Jonik

starszy referent techniczny

  • absolwentka Wydziału Chemii Uniwersytetu Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie, kierunek Analityka chemiczna oraz Wydziału Mechaniki Politechniki Lubelskiej, kierunek Inżynieria biomedyczna
  • Techniki badawcze:
  • Elektroforeza 1D i 2D, Western Blotting, barwienia immunofluorescencyjne,
  • izolacja komórek z materiału biologicznego, prowadzenie hodowli
  • techniki chromatograficzne (HPLC) i spektrometrii mas (LCQ MS, MALDI)

 

 

Współpraca

Pracownia prowadzi badania w zakresie regulacji odpowiedzi immunologicznej pod wpływem produktów glikacji oraz roli metabolitów szlaku kinureninowego współpracując z ośrodkami krajowymi i zagranicznymi:

  • Uniwersytet Medyczny w Lublinie
  • Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie
  • Uniwersytet Marii Skłodowskiej-Curie w Lublinie
  • Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu
  • Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu
  • Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Bydgoszczy
  • Max Planck Institute of Biochemistry, Martinsried, Bayern

 

 

Wybrane publikacje:

  1. R. Wiśniewski, K. Zettl, M. Plicht, B, Rysiewicz, I. Sadok, ‘Shotgun’ proteomic analyses without alkylation of cysteine, Analytica Chimica Acta 1100 (2020) 131-137.
  2. Sadok, K. Tyszczuk-Rotko, R. Mroczka, M. Staniszewska, Simultaneous voltammetric analysis of tryptophan and kynurenine in culture medium from human cancer cells, Talanta 209 (2020) 120574 - 120585.
  3. Sadok, K. Rachwał, M. Staniszewska, Application of the optimized and validated LC-MS method for simultaneous quantification of tryptophan metabolites in culture medium from cancer cells, Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 176 (2019) 112805-112816.
  4. Szmagara, A. Krzyszczak, I. Sadok, K. Karczmarz, M. Staniszewska, E. Stefaniak, Determination of ellagic acid in rose matrix by spectrofluorimetry, Journal of Food Composition and Analysis 78 (2019) 91-100, DOI: 10.1016/j.jfca.2019.02.003.
  5. Sadok, A. Stachniuk, M. Staniszewska, Developments in the Monitoring of Patulin in Fruits Using Liquid Chromatography: an Overview, Food Analytical Methods 12 (2019) 76-93, DOI: 10.1007/s12161-018-1340-9.
  6. Ścibior, D. Gołębiowska, A. Adamczyk, J. Kurus, M. Staniszewska, I. Sadok, Evaluation of lipid peroxidation and antioxidant defense mechanisms in the bone of rats in conditions of separate and combined administration of vanadium (V) and magnesium (Mg), Chemico-Biological Interactions 284 (2018) 112-125.
  7. Sadok, A. Szmagara, M. Staniszewska, The validated and sensitive HPLC-DAD method for determination of patulin in strawberries, Food Chemistry 245 (2018) 364-370.
  8. Kędzierski W, Janczarek I, Wilk I, Staniszewska M, Kowalik S. Plasma visfatin response to the intensity of exercise and training in race-horses. Pferdeheilkunde–Equine Medicine 34 (2018) 6 (November/December) 525-530. DOI 10.21836/PEM20180603.
  9. Sadok, A. Gamian, M. Staniszewska, Chromatographic analysis of tryptophan metabolites, Journal of Separation Science 40 (2017) 3020-3045, DOI: 10.1002/jssc.201700184.
  10. Katzenellenbogen E, Staniszewska M, Kocharova NA, Mieszała M, Korzeniowska-Kowal A, Górska S, Knirel YA, Gamian A. Re-classification within the serogroups O3 and O8 of Citrobacter strains. BMC Microbiology (2017) Jul 27;17(1):169.Stachniuk, A. Szmagara, R. Czeczko, E. Fornal, LC-MS/MS determination of pesticide residues in fruits and vegetables, J Environ Sci Health B. 52(7) (2017) 446-457.
  11. SH Greenwald, JR Charette, M. Staniszewska, LY Shi, SD Brown, L. Stone, Q. Liu, WL Hicks, GB Collin, MR Bowl, MP Krebs, PM Nishina, EA Pierce, Mouse Models of NMNAT1-Leber Congenital Amaurosis (LCA9) Recapitulate Key Features of the Human Disease, Am J Pathol. 186(7) (2016)1925-1938.
  12. Stachniuk, E. Fornal, Liquid Chromatography-Mass Spectrometry in The Analysis of Pesticide Residues in Food, Food Analytical Methods, 9(6) (2016) 1654-1665
  13. Sławińska, E. Fornal, W. Radzki, K. Skrzypczak, M. Zalewska-Korona, M. Michalak-Majewska, E. Parfieniuk, A. Stachniuk, Study on Vitamin D₂ Stability In Dried Mushrooms During Drying and Storage. Food Chemistry, 199 (2016) 203-209.

 

Granty:

  1. „Udział glikacji i szlaku kinureninowego w modulowaniu środowiska nowotworowego”. Grant NCN OPUS13, nr 2017/25/B/NZ4/01198. Projekt realizowany w latach 2018-2021. Kierownik projektu: dr hab. Magdalena Staniszewska.
  2. „Ocena możliwości zastosowania woltamperometrii w analizie metabolitów tryptofanu (kinurenin)”. Projekt finansowany ze środków NCN Miniatura 2, realizowany w latach 2018–2019; kierownik: dr Ilona Sadok.
  3. „Ocena możliwości oznaczania metodą LC-MS/MS mykotoksyn obok pozostałości pestycydów w wysokopigmentowych owocach miękkich”. Projekt NCN Miniatura 1 realizowany w latach 2017–2018; kierownik: dr Anna Stachniuk.

 

Urządzenia, którymi dysponuje laboratorium:

 

  • System chromatografii cieczowej Agilent 1290 Infinity Binary sprzężony z tandemowym analizatorem mas typu Triple Quadrupole (Agilent LC-QQQ6460) wyposażony w źródło jonów typu elektrospray (Agilent Jet Stream) - pozwala na przeprowadzenie analizy ilościowej i jakościowej wielu związków organicznych o średniej lub dużej polarności równocześnie w krótkim czasie w skomplikowanej matrycy próbki. Aparat może pracować m.in. w trybie skanowania, obserwowania reakcji fragmentacji, w których powstaje obojętna cząsteczka (NL – ang. neutral loss scan), obserwowania jonów macierzystych, z których powstaje wybrany fragment (PI – ang. precursor ion scan), monitorowania wybranych jonów oraz śledzenia reakcji fragmentacji (MRM – ang. Multiple reaction monitoring). System dostarcza przede wszystkim informacji o masie i stężeniu związku, a w mniejszym stopniu o budowie cząsteczki. Możliwość fragmentacji jonów macierzystych do jonów potomnych gwarantuje wysoką selektywność i czułość oznaczeń. System znajduje szerokie zastosowanie w metabolomice, kontroli jakości żywności (monitorowanie pozostałości pestycydów, skażenia mykotoksynami), w analizie antybiotyków, w kontroli zanieczyszczeń substancji farmaceutycznych i produktów leczniczych i wielu innych.
  • Analityczny chromatograf cieczowy z detektorem DAD (Agilent 1200) z tandemowym spektrometrem mas typu quadrupol-analizator czasu przelotu (Agilent LC-Q/TOF 6538) - system pozwala na prowadzenie analizy ilościowej szerokiej gamy związków organicznych dających sygnał w zakresie UV po rozdziale chromatograficznym (detekcja z udziałem detektora DAD) lub kompleksowej analizy jakościowej dzięki połączeniu z wysokorozdzielczym detektorem mas - Q/TOF - monitorującym jony powstałe na skutek jonizacji próbki. Detektor Q/TOF dostarcza przede wszystkim informacji o dokładnej masie związku – wzorze sumarycznym, a w mniejszym stopniu o jego zawartości w próbce. Znajduje zastosowanie w metabolomice, proteomice.
  • Chromatograf cieczowy (Agilent 1200) z detektorem DAD i analizatorem mas typu pojedynczy quadrupol (Agilent LC-Q 6120) - pozwala na równoczesną analizę ilościową wielu związków organicznych w próbkach o skomplikowanej matrycy po wcześniejszym rozdziale chromatograficznym. Detektor DAD pozwala na detekcję związków dających sygnał w zakresie UV i monitorowanie kilku długości fal równocześnie. System pozwala również na pracę z bardziej selektywnym detektorem - detektorem mas typu pojedynczy kwadrupol wyposażonym w źródło typu elektrospray. Rozwiązanie to pozwala na pracę w trybie skanowania lub obserwacji wybranych jonów charakterystycznych dla substancji oznaczanej. System może znaleźć zastosowanie w analizie żywności, próbek środowiskowych, próbek biologicznych, toksykologicznej, preparatów farmaceutycznych, leków pod kątem zawartości mykotoksyn, pestycydów, witamin, aminokwasów, metabolitów i innych substancji organicznych o działaniu biologicznym.
  • Chromatograf gazowy (Agilent Technologies 7890B) sprzężony z tandemowym spektrometrem mas typu potrójny kwadrupol (Agilent Technologies 7000C) wyposażony w przystawkę SPME - system dedykowany do identyfikacji i ilościowego oznaczenia substancji lotnych w próbkach o różnym składzie matrycy. Połączenie z tandemowym spektrometrem mas pozwala na monitorowanie jonów fragmentacyjnych powstałych na skutek fragmentacji jonów molekularnych substancji oznaczanych, co gwarantuje wysoką selektywność oznaczeń. Aparat wyposażony jest w przystawkę umożliwiającą pracę z włóknami SPME (z ang. Solid Phase Microextraction). SPME jest techniką ekstrakcyjną sprowadzającą się do adsorpcji związków lotnych na włóknie pokrytym materiałem sorpcyjnym. Cechuje się prostotą wykonania, daje możliwość pracy w terenie i nie wymaga stosowania rozpuszczalników do ekstrakcji. System może zostać wykorzystany w analizie toksykologicznej (m.in. substancji antydopingowych, steroidów), w monitorowaniu zanieczyszczeń środowiskowych (m.in. aromatycznych węglowodorów, dibenzofuranów, dioksyn, pestycydów, herbicydów, fenoli, chlorofenoli) w próbkach wód, gleb, powietrza, w analizie związków aromatycznych obecnych w żywności (m.in. kwasów tłuszczowych, estrów, aldehydów, alkoholi, terpenów), w kontroli jakości preparatów farmaceutycznych, w analizie płynów ustrojowych (m.in. narkotyków, alkoholu, barbituranów, leków przeciwdrgawkowych, znieczulających, nasennych, przeciwpadaczkowych).
  • Chromatograf gazowy (Agilent Technologies 7890B) sprzężony ze spektrometrem mas typu pojedynczy kwadrupol (Agilent Technologies 5977A) wyposażony w przystawkę Head Space (Agilent Technologies 7697A) - aparat dedykowany do analizy substancji lotnych (przykłady podane powyżej). Chromatograf gazowy pozwala na rozdział substancji na kolumnie, a spektrometr mas na ich identyfikację w oparciu o ich masę. Pozwala na określenie składu ilościowego i jakościowego próbki. System pozwala na pracę z wykorzystaniem techniki Head Space, która pozwala na analizę substancji zapachowych nad powierzchnią próbki (cieczy, ciała stałego). Technika Head Space znajduje zastosowanie w analizie m.in. monomerów w polimerach i plastiku, lotnych składników owoców, warzyw i produktów spożywczych, substancji zapachowych w perfumach, kosmetykach).
  • Półpreparatywny chromatograf cieczowy z detektorem UV-VIS z kolektorem frakcji (Agilent 1200) - system pozwala na rozdział mieszanin związków organicznych i zbieraniu frakcji czystych substancji. Stosowany do oczyszczania standardów substancji chemicznych, do wyodrębniania pożądanych substancji z materiału roślinnego, biologicznego, produktów naturalnych, żywności. Może znaleźć zastosowanie w oczyszczaniu/izolacji peptydów, białek, leków, antyoksydantów, flawonoidów, kannabinoidów i wielu innych.
  • Spectrometer mas MALDI-TOF/TOF (Brucker UltraXtreme #8259900) - system wykorzystuje energię lasera do jonizacji próbki i utworzenia jonów pochodzących od dużych molekuł z zachowaniem minimalnej fragmentacji. System dedykowany do identyfikacji/analizy biocząsteczek (biopolimerów takich jak DNA, białek, peptydów, cukrów) i organicznych molekuł o dużej masie (m.in. polimerów). Może znaleźć zastosowanie do identyfikacji białek wyizolowanych na drodze elektroforezy żelowej, SDS-PAGE.
  • System Bio-Rad MiniProtean Tetra Cell z modułem do transferu MiniTrans Blot - system do elektroforezy białek i analizy metodą immunoblotingu (tzw. Western Blotting). Pozwała to na analizę białek i cukrów. Próbki poddawane są elektroforezie na żelu poliakrylamidowym, gdzie cząsteczki ulegają rozdziałowi zgodnie z ich masą w warunkach natywnych lub redukujących. Dzięki transferowi cząsteczek na membranę, możliwa jest identyfikacja za pomocą odpowiednich dedykowanych przeciwciał.
  • Bio-Rad PROTEAN II xi Cell - moduł do rozdziału białek w żelu poliakrylamidowym na dużych żelach – szczególnie przydatny w przypadku skomplikowanej mieszaniny białek, np. z próbek o bogatym składzie jak lizaty komórkowe, ekstrakty tkankowe.
  • System Bio-Rad PROTEAN i12 IEF Cell - dedykowany do izoelektrycznego ogniskowania białek (ich frakcjonowania w zależności od wartości punktów izoelektrycznych) na paskach żelu z gradientem pH. Stosowany do i szczegółowej charakterystyki i identyfikacji białek oraz izolacji indywidualnych cząsteczek w celu analizy masowej z wykorzystaniem spektrometrii mas.
  • Automatyczny system do ekstrakcji cieczowej ASE N350 Thermo Scientific Dionex - system stosowany do ekstrakcji próbek stałych i cieczy. Wykorzystuje te same rozpuszczalniki co w metodach klasycznych, ale w warunkach podwyższonej temperatury i ciśnienia. Umożliwia to skrócenie czasu i zwiększenie wydajności ekstrakcji substancji oznaczanych z matrycy próbki. Może znaleźć zastosowanie do ekstrakcja analitów z żywności, produktów farmaceutycznych, aflatoksyn, pestycydów, dioksyn, PCB, WWA, związków cynoorganicznych, dodatków do polimerów w próbkach stałych (np. gleba, osady denne, tkanki).
  • Automatyczny system do ekstrakcji w fazie stałej Gilson ASPEC GX271 - system pozwala na izolację/oczyszczanie/zatężanie próbek na kolumienkach SPE (z ang. Solid Phase Extraction). Szeroko stosowany do przygotowania próbek przed analizą chromatograficzną.
  • Koncentrator Genevac EZ-2 Elite Personal Evaporator - aparat próżniowy do odparowania nadmiaru rozpuszczalnika i zatężania próbek ciekłych.
  • Termoblok Stuart SBH130D/3 - aparat do delikatnego odparowania rozpuszczalnika z próbek ciekłych w strumieniu azotu. Szczególnie przydatny w sytuacji substancji wrażliwych na podwyższoną temperaturę.
  • Automatyczny titrator Mettler Toledo Excellence T50M - aparat do rutynowego miareczkowania. Może znaleźć zastosowanie w oznaczaniu chlorków, kwasowości, zasadowości próbek.
  • Miernik pH i przewodnictwa SevenMulti z InLab® Expert Pro (Mettler Toledo) - pozwala na pomiar pH i przewodności roztworów wodnych.

 

W ramach współpracy oferujemy:

  • Oznaczanie ilościowe mykotoksyny (patuliny) metodą HPLC-DAD w owocach i produktach owocowych (przygotowanie próbki metodą QuECheRS)
  • Oznaczanie ilościowe metabolitów tryptofanu, w tym wybranych metabolitów szklaku kinureninowego (m.in. kinureniny, 3-hydroksykinureniny, kwas kinureninowy, kwas ksanturenowy, kwas chinolinowy, dwunukleotyd nikotynamido-adeninowy) w materiale biologicznym z wykorzystaniem chromatografii cieczowej i spektrometrii mas
  • Analizę ilościową związków organicznych w próbkach o różnym składzie matrycy z wykorzystaniem chromatografii cieczowej i spektrometrii mas
  • Izolację/oczyszczanie związków organicznych z ekstraktów próbek ciekłych i stałych z wykorzystaniem cieczowej chromatografii półpreparatywnej
  • Charakterystykę białek metodą elektroforezy jedno- i dwukierunkowej na żelu poliakrylamidowym z izofokusowaniem
  • Immunoenzymatyczną identyfikację oraz ilościowe oznaczanie związków (białek i cukrów) za pomocą Western Blottingu oraz metodą ELISA z wykorzystaniem własnych i komercyjnych przeciwciał
  • Badanie toksyczności substancji testem MTT z wykorzystaniem hodowli in vitro
  • Przygotowanie i analizę mikroskopową preparatów hodowli komórkowych metodą immunofluorescencyjną